Методы определения белка в моче.
Обзор литературных данных

В.И. Пупкова, к.х.н., зав. лабораторией аналитической биохимии ЗАО "Вектор-Бест",
Л.М. Прасолова, старший научный сотрудник ЗАО "Вектор-Бест"

1.Турбидиметрические методы

Турбидиметрические методы основаны на преципитации белка различными агентами: сульфосалициловой кислотой (ССК), трихлоруксусной кислотой (ТХУ), бензетоний хлоридом [2-6]. Метод с использованием бензетоний хлорида обеспечивает получение стойкой суспензии в щелочной среде. По своей чувствительности он сравним с биуретовым, а результаты определения белка мало зависят от соотношения альбумина и глобулина в пробе. Метод адаптирован к автоматическому анализатору, но из-за низкой чувствительности он не нашел широкого применения в лабораторной практике. ТХУ, применяемая для преципитации белка, обеспечивает меньшую по сравнению с ССК чувствительность, и имеет высокую стоимость реактива, поэтому ее применение в клинических лабораториях ограничено [2]. Метод ССК, разработанный Kingsburi F.B. c соавторами в 1926 г [3], и до сих пор остается самым распространенным в России, благодаря простоте выполнения анализа, доступности реактива, возможности приготовления реагента в лабораторных условиях и, главное - экономичности. В основе всех турбидиметрических методов лежит измерение изменения светопропускания реакционной смеси, обусловленное рассеянием света (образованием мутности). При этом мутность образуется за счет следующего процесса: молекулы белков мочи в кислой среде денатурируют, переходя из компактной глобулярной формы в рыхлую, нитчатую. При этом у белков резко возрастает способность к образованию конгломератов (реакция преципитации). Отдельные молекулы белка имеют размеры меньше длины волны видимого света, поэтому очень слабо его рассеивают. Эффективность рассеивания резко возрастает, когда размеры образующихся конгломератов молекул белка приближаются к величине 0,6 мкм (длина волны зондирующего света). Чем больше концентрация белка в моче, тем большее количество таких конгломератов образуется. Время окончания реакции зависит от концентрации белка, и эта зависимость сложная. На начальном этапе реакции образуется определенное количество мелких белковых частиц, затем они начинают слипаться в более крупные, при этом происходит два процесса: образования конгломератов и их оседания. В каждый конкретный момент времени мы имеем в реакционной смеси определенное количество центров рассеивания с различными размерами. Изменение (уменьшение) абсорбции после достижения конечной точки процесса образования преципитатов обусловлено их осаждением. Возникающая аналитическая погрешность тем больше, чем выше концентрация белка и чем дальше отстоит фиксированное время измерения от процесса завершения реакции. При низких концентрациях белка скорость осаждения замедлена, и ранняя остановка реакции приводит к заниженным результатам, и как следствие этого, нарушается линейная зависимость между абсорбцией и концентрацией белка. Поскольку скорость осаждения преципитатов различна, воспроизводимость результатов невелика [4,5]. Устойчивость преципитатов зависит от температуры и от белкового спектра образца: уменьшение доли альбумина увеличивает устойчивость преципитатов во взвешенном состоянии. Как показали исследования, именно различия в структуре белков могут служить основой для достоверной оценки их общей концентрации. ССК определяет в основном альбумин, в присутствии глобулинов заниженным оказывается не только общее содержание белка в пробе, но и концентрация находящегося в ней альбумина. Белковый спектр мочи в норме и патологии обычно содержит альбумин и глобулин (А/Г) в отношении = 0,60-3,0; поэтому при исследовании мочи результаты получаются правильными только при близком соответствии белкового состава мочи белковому составу калибратора. Белковый спектр мочи, представленный одним альбумином, встречается крайне редко – только при нефротическом типе заболевания, поэтому при использовании альбумина в качестве калибратора результаты обычно занижены, и ошибка определения может быть трехкратной. Не вызывает сомнения, что такие погрешности не допустимы. Зависимость ошибки определения от отношения А/Г может привести к тому, что у двух пациентов с совершенно различным содержанием белка в моче, лабораторно будут определяться одни и те же концентрации. Все вышеизложенное указывает на то, что в существующем ныне виде метод ССК не приемлем для оценки не только макропротеинурии, но, что особенно важно – и микропроеинурии. Чтобы уменьшить ошибку до естественной аналитической вариации белок целесообразно определять либо двумя разными методами по одному калибратору, либо проводить расчет концентрации белка по двум калибраторам, один из которых приготовлен на основе человеческой сыворотки с минимальным значением отношения А/Г, другой – водный раствор альбумина. Принцип подхода состоит в том, что разница между выявленными концентрациями зависит от отношения А/Г, зная которое можно вычислить ошибку определения по соответствующей формуле. Применение простейшего математического аппарата позволяет минимизировать аналитическую ошибку, возникающую при определении концентрации белка в образцах с неизвестным отношением А/Г. В диапазоне отношения А/Г от 2 до 16 отклонение от правильного результата составляет не более 20% при расчете по предлагаемой формуле [6]. Турбидиметрические методы плохо поддаются стандартизации [7], часто приводят к получению ошибочных результатов, но, несмотря на это, в настоящее время они широко используются в лабораториях из-за невысокой стоимости и доступности реактивов. Основные факторы, приводящие к получению некорректных результатов при использовании ССК [4,5,6,8]: - Большое стандартное отношение мочи к реагенту ССК, составляющее 1:3, приводит к влиянию различных компонентов мочи на результат анализа; - Интерференция многих лекарственных препаратов, приводящая к получению «ложноположительных» или «ложноотрицательных» результатов. - Замеряемое поглощение исследуемой пробы является результирующей двух одновременно протекающих процессов: образования и укрупнения конгломератов и их седиментации, результат которого отражает только определенное временное состояние исследуемой пробы, а не истинную концентрацию белка; - Различие белкового состава мочи и калибратора – альбумина; - Мутность, образующаяся из альбумина, в 4 раза выше мутности, образующейся из глобулинов; - Присутствие в моче легких цепей иммуноглобулинов: некоторые пробы остаются полностью растворимыми после преципитации всех остальных форм белков. Ошибочные результаты анализа приводят к ошибочному диагнозу и неправильному лечению больного. Метод не пригоден даже для качественного определения белка, поэтому в развитых странах он практически не применяется, но в России он все еще самый распространенный метод для определения белка в моче в клинических лабораториях.

2. Колориметрические методы

К группе колориметрических методов определения белка относятся методы Лоури, биуретовый и методы, основанные на связывании белка с органическими красителями. 1.2.1. Методы Лоури и биуретовый Метод Лоури, ставший уже классическим, обладает высокой чувствительностью: ~ 10 мг/л и широкой линейной областью измерения - до 1 г/л. Но результаты анализа значительно зависят от аминокислотного состава - интенсивность окрашивания различных белков может различаться в 300 и более раз, поэтому метод не нашел широкого применения в практике [6,9]. Биуретовый метод практически не зависит от аминокислотного состава белков, это реакция на пептидные связи белка: для протекания реакции достаточно наличие дух пептидных связей в молекуле исследуемого вещества, т.е. в реакцию могут вступать низкомолекулярные белки и трипептиды. Метод мало чувствителен к присутствующим в пробе различным соединениям. Линейная зависимость примерно в 10 раз шире, чем у метода Лоури, а чувствительность - в ~ 10 раз ниже. Из-за низкой чувствительности метод не пригоден для определения низких концентраций белка. Чувствительность метода может быть повышена различными модификациями, одна из которых заключается в осаждении белка и его концентрировании. Биуретовый метод с осаждением и концентрированием белка – биурет-ТХУ считается референсным методом для определения белка в моче, но из-за большой трудоемкости анализа для рутинных исследований в клинических лабораториях практически не применяется [7,9-11]. 1.2 2. Методы, основанные на связывании белка с органическими красителями Одним из последних подходов для определения белка в моче являются методы, основанные на связывании белка с органическими красителями. Методы привлекают к себе внимание благодаря простоте и быстроте исполнения, высокой чувствительности. В ряде исследований было замечено, что при связывании белка с красителями спектр поглощения последнего меняется. Эти данные натолкнули на мысль использовать указанные изменения как основу количественного определения белка без его выделения из растворов. Принцип методов основан на взаимодействии белка с органическим красителем, в результате чего образуется окрашенный комплекс, интенсивность окраски которого пропорциональна концентрации белка в пробе. Методы выгодно отличаются от классических по ряду характеристик и при правильном подборе адекватного белка для калибратора - они весьма перспективны для использования в лабораторной практике. Опыт использования красителей выявил у предложенных методик некоторые недостатки, из которых прежде всего следует отметить различия в способности разных белков связывать красители, что впрочем характерно и для классических методов. Но, если различия в определениях классическими методами легко объяснить, то механизм реакций, лежащих в основе методов связывания красителей, пока еще недостаточно изучен. Авторы отмечают важную роль pI и молярной массы белка, а так же указывают на роль других факторов, обеспечивающих образование комплекса белок-краситель - ван-дер-ваальсовые силы и электростатическое взаимодействие с аминогруппами; участие в реакции основных аминокислот и т. д. Изучение механизма реакций, лежащих в основе связывания красителей с белками, поможет более точно понять причины различий в способности разных белков к связыванию и тем самым оценить границы применимости методов. Другим существенным недостатком методов является нарушение пропорциональной зависимости между концентрацией некоторых белков и оптической плотностью комплекса белок-краситель [9,12,13]. 1.2.2.1. Методы, основанные на связывании белка с кумасси бриллиантовым голубым Бурное развитие методы определения белка, основанные на связывания белка с органическими красителями, получили после опубликования в 1976 г работы Bradford M.M. [14], применившей в качестве красителя кумасси бриллиантовый голубой (КБГ) G-250. Данный метод основывается на связывании аминогрупп основных аминокислот с сульфогруппами красителя, который в кислой среде находится в двух цветных формах: красной - в свободном состоянии с максимумом поглощения при 465 нм и синей – в комплексе с белком с максимумом поглощения при 595 нм. Комплекс белок – краситель образуется очень быстро - в течение 2-5 мин и остается стабильным в течение часа. Комплекс обладает высокой абсорбцией, что обеспечивает ему высокую чувствительность – 5-15 мг/л. Однако метод не обеспечивает строгой пропорциональной зависимости между концентрацией белка и поглощением раствора: линейная область определения составляет ~ 500 мг/л. КБГ обладает неодинаковой способностью связывать различные белки: если принять поглощение комплекса КГБ с альбумином за 100 %, то так же поглощает комплекс с гемоглобином и трансферином, а поглощение комплекса с глобулинами, ?- и ?- цепями иммуноглобулинов составляет ~ 60 % [2]. Частично эти недостатки устраняются рядом модификаций метода [10-12]. Узкая линейная область измерения и значительная сорбция красителя на стенках кювет ограничивает применение метода в лабораторной практике для рутинных анализов и для адаптации на автоматических анализаторах; тем не менее, ряд фирм производит коммерческие наборы реагентов с применением КБГ для определения белка в моче и спинномозговой жидкости (СМЖ), в частности – Sigma. 1.2.2.2. Методы, основанные на связывании белка с бромфеноловым синим Практически одновременно с применением КБГ для определения белка в биологических жидкостях было предложено использовать и краситель бромфеноловый синий (БФС) [15-17]. Раствор БФС в кислой среде имеет желтый цвет с максимумом поглощения при 440 нм. При связывании красителя с белками максимум поглощения сдвигается на 597 нм, при этом катионная форма красителя изменяется на анионную, имеющую синюю окраску. Реакция связывания БФС с белками происходит при рН ~ 3 в течение 1 мин, стабильность окраски ~ 8 час. Данный метод имеет меньшую чувствительность, чем КБГ, но и меньшее количество веществ мешают его применению. Характеристики метода: чувствительность - 30-70 мг/л, линейная область определения – до 1 г/л, коэффициент вариации результатов измерения не превышает 5 %; отношение реагент : образец равно 5. Метод точен, чувствителен, прост и доступен для лабораторной практики. Краситель БФС не является дефицитным и дорогим, поэтому может широко применяться в клинических лабораториях [18-21]. Однако даже при низких значениях рН чувствительность метода остается более высокой для альбумина, чем для других белков, что приводит к определенным затруднениям при выборе адекватного белка для калибратора и получения корректных результатов. В качестве белка для калибратора обычно используют альбумин, отличающийся большим сродством к БФС, чем глобулин [20-23]. Применение метода БФС за рубежом крайне ограничено: ни одна из известных нам фирм не производит наборы реагентов с использованием БФС и не проводит аттестацию белка в контрольных растворах мочи методом БФС. 1.2.2.3. Методы, основанные на связывании белка с пирогаллоловым красным В 1983 г Fujita Y. [24] с соавторами предложили использовать для определения белка в моче органический краситель - пирогаллоловый красный (ПГК). Прошло ~ 20 лет, а метод занял одно из первых мест среди методов определения белка в моче, постепенно вытесняя все другие. Коммерческие наборы реагентов с использованием ПГК выпускает множество фирм, среди которых Baуer Diagnostics, Beckman, Biodirect, Biocon Diagnostik, Bio-Rad Laboratories, Eurodiag, Kone, Merck, Randox, Serono, Sentinel CH, Sigma и другие. Оригинальный метод основывается на связывании белка с красителем в кислой среде (рН=2,5). Комплекс устойчив к воздействию многих соединений, в том числе лекарственных препаратов, солей, оснований, кислот. Поглощение комплекса глобулин-ПГК-молибдат составляет ~ 70 % от величины поглощения комплекса альбумин-ПГК-молибдат. Для легких цепей иммуноглобулинов эта величина – 52-68 %. Широкое применение в лабораторной практике метод получил после его модификации Watanabe N. с соавторами [25]. Предложенная модификация позволила расширить линейную область измерения до 2 г/л, которой не обладают методы, использующие другие красители; при этом правильность и воспроизводимость модифицированного метода соответствуют клиническим требованиям. Авторы подобрали состав буферного раствора и оптимизировали концентрации ПГК и молибдата таким образом, что реагент при минимальной абсорбции обеспечивает максимальную чувствительность определения. Влияние оксалатов, присутствующих в моче в концентрации более 3 ммоль/л и понижающих абсорбцию комплекса, устранили введением в реагент соответствующих компонентов. При взаимодействии ПГК с белком пик поглощения красителя сдвигается с 467 нм на 598 нм. Максимальная абсорбция альбуминового комплекса наблюдается при рН 2,5-3,0; глобулинового - при рН 2,25 - 2,50. Оптическая плотность повышается при повышении температуры от 12 до 25°С и остается стабильной при ее изменении от 25 до 37°С. Аналитические характеристики метода: время выхода оптической плотности на постоянные величины для рутинных анализов – 10 мин; воспроизводимость результатов в диапазоне концентраций белка от 0,09 до 4,11 г/л - 1-3 %; правильность определения альбумина - 97-102%, глобулина - 69-72 %; чувствительность метода - 30-40 мг/л; стабильность реагента при хранении в защищенном от света месте - 6 мес. Вещества, присутствующие в моче, дают суммарную ошибку определения менее 2 %. Нормальные величины белка в моче для взрослых – 28-141 мг/сут. Даже с проблемами, создаваемыми различной чувствительностью красителя к различным белкам, данный метод является лучшим среди других методов; прост и удобен для ручного исполнения в клинических лабораториях и для адаптации на автоматических анализаторах. Краситель ПГК не сорбируется на стенках кювет до концентрации белка 5 г/л, поэтому реагент применим и для использования на автоматических анализаторах; метод адаптирован к анализаторам: Hitachi 717; Hitachi 726; Cobas Bio centrifugal [26-29]. При различных заболеваниях белковый состав мочи различен: при нефротическом синдроме в моче содержится в основном альбумин; при миеломе – легкие цепи иммуноглобулинов (белки Bence Jones); тубулярной нефропатии – низкомолекулярные белки. Состав белков при этих заболеваниях отличается различным соотношением альбуминов и глобулинов (А/Г). В этой связи проведено изучение влияния альбуминов и глобулинов в образцах с различным их отношением (А/Г) на результат анализа, а обнаруженные закономерности при этом оценены методами математической логики. Правильные результаты получены лишь в том случае, когда отношение А/Г анализируемого образца соответствовало отношению А/Г калибратора. Влияние белкового спектра на аналитическую погрешность в значительной степени зависит от аминокислотного состава белков: альбумин и глобулины значительно различаются по содержанию некоторых аминокислот - глутамина, серина триптофана, фенилаланина и цистеина. Увеличение доли альбумина при неизменной концентрации общего белка сопровождается возрастанием оптической плотности во всем диапазоне концентраций. Достоверные результаты с реагентом ПГК получаются при условии, что отношение А/Г калибратора и опытных проб > 2; при меньшем отношении ошибка определения резко возрастает. При соблюдении этих условий метод ПГК является лучшим среди методов Лоури, ССК, КБГ [6]. Для устранения различной чувствительности ПГК к альбумину, глобулину и другим белкам и, таким образом, выравнивания результатов при анализе любых белков, не зависимо от их состава, предлагается добавлять к реагенту сульфододецилсульфат (СДС) [29]. Взаимодействие ПГК с белками осуществляется через связывание аминогрупп основных аминокислот с сульфогруппами красителя. При добавлении СДС происходит конкуренция между ПГК и СДС за связывание аминокислотных радикалов с сульфогруппами; кроме этого, СДС раскручивает полипептидные цепи и высвобождает дополнительные аминогруппы, которые вступают в реакцию с ПГК. Таким образом, введение в реагент СДС нивелируют чувствительность красителя к различным белкам. Концентрацию СДС подбирали для выравнивания чувствительности ПГК именно к альбумину и глобулину, так как именно они являются основными белками мочи; при этом удовлетворительной оказалась правильность определения и других белков. Изучение влияния состава белка на его определение методами ПГК и ПГК-СДС показало, что в модельных пробах, содержащих альбумин и ?-глобулин с отношением альбумина к глобулину от 0 до 10, открытие белка обоими методами было близким: 79±2,2 и 77±2,1 и практически не зависело от отношения А/Г. В разбавленной миеломной сыворотке крови (А/Г от 0,39 до 2,35), имеющей гетерогенный белковый состав и содержащий альбумин, ?-1, ?-2 глобулины, легкие цепи иммуноглобулинов (моноклональных и /или поликлональных), открытие было различно: для ПГК – 63%; ПГК-СДС – 83%, поэтому авторы рекомендуют именно его для определения белка в моче. Поскольку белковый состав индивидуального образца мочи при рутинных исследованиях установить нереально, чаще всего в качестве белка для калибратора используют альбумин, сознавая при этом, что результаты будут занижены, поскольку глобулины практически всегда присутствуют в моче. Для нивелирования различной чувствительности ПГК к разным типам белков кроме введения в состав реагента СДС, было предложено использовать калибратор, содержащий альбумин и ?-глобулин, в тех же отношениях, которые присутствуют в реальных образцах мочи [29]. Результаты определения белка в моче с использованием различных красителей существенно различаются. Для сближения результатов, полученных с использованием красителей - КБГ и ПГК, была предпринята попытка выбора адекватного и единого калибратора для обоих методов: в качестве калибратора был выбран альбумин; альбумин с глобулином (А/Г) и лиофилизированный мочевой белок (ЛМБ) [11]. Эксперименты показали, что отношение средних значений результатов, полученных методами КБГ и ПГК, с использованием в качестве калибратора альбумина и альбумина с глобулином составило 0,69±0,10; правильность полученных результатов была подтверждена анализом контрольного раствора мочи. Использование в качестве калибратора ЛМБ привело к минимальным различиям результатов на контрольном растворе мочи и на реальных образцах мочи, а отношение результатов, полученных данными методами, составило 0,96. Таким образом, проблема рассогласования результатов, полученных различными методами с использованием в качестве калибратора ЛМБ, практически разрешилась; однако это не устранило различную чувствительность красителей к разным белкам. Для практического использования в клинических лабораториях ЛМБ в качестве калибратора он должен быть коммерчески доступен, стабилен и предварительно аттестован референсным методом, таким, как биурет-ТХУ. Но метод биурет-ТХУ не чувствителен, требует значительного расхода белка для точного определения его концентрации. Следовательно, точность оценки концентрации белка референтным методом сомнительна. В дополнение следует отметить, что коммерческий ЛМБ (мочевой калибратор) дорог, имеет небольшую фасовку – 10 мг, поэтому его применение для рутинных анализов не оправдано. Для сравнения результатов, полученных этими методами с использованием для калибратора альбумина или альбумина с глобулином можно применять отношение КБГ/ПГК, равное 0,69±0,10. Различия между методами, определяющими по-разному концентрацию белка, вызваны несколькими факторами: возможностью определять низкомолекулярные белки и пептиды в дополнение к альбуминам и глобулинам; различной чувствительностью реагентов к разным типам белков; различной интерференцией реагентов с пигментами мочи и соединениями, присутствующими в моче. В этой связи каждый метод имеет свой интервал нормальных величин, отличный от других. Метод ПГК по правильности определения белка в моче сравним с методом сухой химии: краситель - пирокатехин фиолетовый-молибдат, анализатор - Cobas Fara. Результаты, полученные этими методами, строго соответствуют друг другу. Различия результатов наблюдались только при концентрации белка в пробе >2,0 г/л, т.е. за линейной областью определения для обоих методов [30].

3. Определение белка диагностическими полосками

Диагностические полоски (далее – полоски) позволяют быстро провести полуколичественную оценку содержания белка в моче. Применение прибора, основанного на принципе отражательной фотометрии, позволяет использовать полоски, как для полуколичественной, так и количественной оценки результатов [2,8]. На полосках в качестве индикатора чаще всего используется краситель БФС в цитратном буфере. По интенсивности сине-зеленой окраски реакционной зоны, развивающейся после кратковременного контакта полоски с мочой, содержащей белок, судят о содержании белка в моче. Основной предпосылкой получения надежных результатов является поддержание стабильного рН, обеспечивающего связывание белком индикатора в стандартных условиях. При исследовании мочи с высоким значением рН емкость буферного раствора может оказаться недостаточной для поддержания исходного значения рН в реакционной зоне, что приведет к ложноположительному результату. Повышение или понижение относительной плотности мочи может вызвать изменение чувствительности полосок. Высокое содержание солей снижает результаты. Полоски, использующие БФС в качестве индикатора, более чувствительны к альбумину, чем к другим белкам, и не являются надежным индикатором низких уровней протеинурии. Отрицательные результаты на полосках не исключают присутствия в моче глобулина, гемоглобина, белков BJ, мукопротеина. В связи с этим полоски в большей мере приспособлены к обнаружению селективной клубочковой протеинурии. При оценке неселективной клубочковой протеинурии (а также канальцевой) результаты исследования оказываются ниже ее реального уровня. Еще в меньшей степени полоски приспособлены для обнаружения протеинурии, обусловленной выделением белков BJ. При визуальной оценке концентрации белка полученные данные следует рассматривать как ориентировочные. В этой связи их применение следует ограничить скрининговыми процедурами, они удобны для быстрой оценки протеинурии непосредственно у постели больного. Интерференция. Ложноположительные результаты на полосках могут быть вызваны загрязнением посуды для сбора мочи остатками соединений четвертичного аммония и других детергентов; или хлоргексидина, амидоаминами; лечением феназопиридином, введением поливинилпирролидона [8].

4. Определение белка в моче в системе внешней оценки качества

В течение последних 10 лет аналитическая достоверность определения белка в моче значительно повысилась. Благодаря применению тест-полосок понижено число ложноположительных и, что очень важно - ложноотрицательных результатов, которые наблюдаются при использовании турбидиметрических методов, имеющих высокий коэффициент вариации. Замена красителя КБГ на ПГК, который на сегодняшний день считается лучшим среди органических красителей, привела к снижению общей аналитической вариации. Результаты количественного мочевого контроля отражают эти положительные изменения, демонстрируя уменьшение коэффициента вариации. Однако референсного метода для определения общего белка в моче все еще нет. Лучший среди методов – метод ПГК имеет разный состав набора у различных производителей, отличающийся величиной рН, концентрацией компонентов, наличием или отсутствием СДС и т.д. Разный состава реагента приводит к различной чувствительности метода; неполному определение легких цепей; разной интерференции с желатином, присутствующим в сосудистой жидкости; трудностям в выборе соответствующего калибровочного материала [1]. Результаты ВОК, полученные в Великобритании и Франции, демонстрируют качество методов, используемых для определения белка в моче. В 1990 г в Великобритании была проведена внешняя оценка качества общего белка в моче. Количественное определение белка в моче было выполнено в 350 лабораториях. Для исследования предлагалась нормальная моча с добавкой альбумина или человеческой сыворотки и моча пациентов с нефротическим синдромом. Для проведения исследований турбидиметрические методы использовали 57% участников; методы, основанные на связывании белка с красителями – 25%; биуретовый метод - 15%. Для всех методов коэффициент вариации был высоким: от 22,8 до 57,1 % с разбросом результатов в 22 – 366 раз. Наихудшим методом оказался наиболее популярный - турбидиметрический метод (ССК); биуретовый метод без осаждения белка – так же оказался мало приемлемым. Ни один из методов не рекомендован для применения. Однако при использовании единого калибратора коэффициент вариации результатов измерений был значительно улучшен для всех методов, кроме ССК [31]. Межлабораторный контроль качества мочи по 13 показателям проводили во Франции, начиная с 1986 года. Наихудшие результаты среди всех аналитов и самая большая межлабораторная погрешность получены при анализе белка с использованием ССК. Начиная с 1989 г, когда значительно увеличилось использование методов с красителями КБГ и ПГК, заметно улучшилась межлабораторная воспроизводимость результатов. Приемлемая точность и хорошая воспроизводимость результатов позволили рекомендовать для определения белка в моче метод ПГК [32].

Литература

1. T. Le Bricon. Ann. Biol. Clin., 2001, v. 59, 6, 701-715;
2. Козлов А.В., Слепышева В.В. Методы определения белка в моче: возможности и перспекти-вы. Сборник трудов V11 ежегодного СПб нефрологического семинара.
СПб: ТНА-1999, 17-18. 3. Kingsburi F.B., Clark C.P., Williams G. et al. Lab. Clin. Med., 1926, v. 11, 981-989;
4. Ким Ю.В., Потехин О.Е., Токар М.И., Шибанов А.Н. Лабораторная медицина, 2003, 6, 94-98;
5. Шибанов А.Н., Потехин О.Е. Официальный сайт компании «Юнимед АО» www.unimedao.ru, 2003.
6. Альтшулер Б.Ю, Раков С.С., Ткачев Г.А. Вопросы медицинской химии, 2001, 4, 1-13;
7. Dilena B.A., Penberthy L.A., Fraser C.G. Clin. Chem., 1983, v. 29, 553-557;
8. Энциклопедия клинических лабораторных тестов, под редакцией Н.У. Тица, 1997, 76,77;
9. Загребельный С.H., Пупкова В.И. Количественные методы определения белка. Обзорная ин-формация ВНИИ СЭНТИ, М.,1986;
10. Mc Elderry L.A., Tarbit I.F., Cassells-Smith A. J. Clin. Chem., 1982, v. 28, 356-360;
11. Marshall T., Williams R.M. Clin. Chem., 2000, v. 46 (3), 392-398;
12. Шишкин С.С. Вопросы медицинской химии, 1986, 5, 134-141;
13. Trivedi V.D. Ital. J. Biochem., 1997, v. 46 (2), 67-73;
14. Bradford M.M. Anal. Biochem., 1976, v. 56, 248-252;
15. Hemmingsen L. Clin. Chim. Acta, 1972, v.36, 185-188;
16. Romer W. Z. Med. Labortech, 1976, v. 4, 17(4), 209-214;
17. Sydow G. Acta Biol. Med. Ger., 1979, v. 38 (8), 1141-1144;
18. Карягина И.Ю., Слепышева В.В., Козлов А.В. Клиническая лабораторная диагностика, 1996, 6, 27-28;
19. Гаврилов В.Б., Никольская В.П., Калер Г.В., Конев С.В. Молекулярная биология, 1990, 24, 1211-1218;
20. Tayyab S., Qasim M.A., Int. J. Biol. Macromol, 1990, 12 (1), 55-58;
21. Ahmad H., Saleemuddin M. J. Biochem. Biophys. Methods. 1983, v. 7 (4), 335-343;
22. Schosinsky R.H., Vargas M., Luz Esquivel A., Chavaria V.A. Clin. Chem., 1987, v. 33, 2, 223-226;
23. Lever M., Walmsley T.A. Clin. Chim. Acta, 1978, v. 83 (3), 279-285;
24. Fujita Y., Mori I., Kitano S. Bunseki Kagaku, 1983, 32:E 379-E 386;
25. Watanabe N., Kamei S., Ohkubo A. et al. Clin. Chem., 1986, v. 32, 8, 1551-1554;
26. Boisson R.C., Eynard J.C., Crozier M., Grafmeyer D.C. Clin. Chim. Acta, 2000, v. 297 (1-2) 285-295;
27. Lynch K.M., Sellers T.S., Gossett K.A. Eur. J. Clin. Chem. Clin Biochem, 1996, v. 34 (7), 569-571;
28. Lunch P.L.M., Savory J, Haverstick D.M. Clin. Chem., 1998, v. 44, 674-675;
29. Huub E. van Ingen, Clin. Chem., 1990, v. 36, 702;
30. Orsonneau Jean-Luc, Douet P., Massoubre C. et al. Clin. Chem., 1989, v. 35, 11, 2233-2236;
31. Lefevre G., Bloch S., Thierry Le Bricon et al. J. Clin. Lab. Anal, 2001, v.15 (1), 40-42;